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pISSN 2950-9114 eISSN 2950-9122
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Lab Med Qual Assur 2022; 44(4): 204-211

Published online December 31, 2022

https://doi.org/10.15263/jlmqa.2022.44.4.204

Copyright © Korean Association of External Quality Assessment Service.

Feasibility of Establishing a Common Cut-Off of Human Leukocyte Antigen Flow Cytometry Crossmatch Using Harmonized Protocols in a Multicenter Setting

Hae In Bang1 , Younhee Park2 , Eun Young Song3 , Eun-Jee Oh4 , Jong-Han Lee5 , and Eun-Suk Kang6

1Department of Laboratory Medicine, Soonchunhyang University Seoul Hospital; 2Department of Laboratory Medicine, Severance Hospital, Yonsei University College of Medicine; 3Department of Laboratory Medicine, Seoul National University College of Medicine; 4Department of Laboratory Medicine, Seoul St. Mary’s Hospital, College of Medicine, The Catholic University of Korea, Seoul; 5Department of Laboratory Medicine, Yonsei University Wonju College of Medicine, Wonju; 6Department of Laboratory Medicine and Genetics, Samsung Medical Center, Sungkyunkwan University School of Medicine, Seoul, Korea

Correspondence to:Eun-Suk Kang
Department of Laboratory Medicine and Genetics, Samsung Medical Center, Sungkyunkwan University School of Medicine, 81 Irwon-ro, Gangnam-gu, Seoul 06351, Korea
Tel +82-2-3410-2703
E-mail eskang@skku.edu

Received: July 6, 2022; Revised: August 10, 2022; Accepted: August 11, 2022

This is an Open Access article distributed under the terms of the Creative Commons Attribution Non-Commercial License (http://creativecommons.org/licenses/by-nc/4.0) which permits unrestricted non-commercial use, distribution, and reproduction in any medium, provided the original work is properly cited.

Background: The results of human leukocyte antigen flow cytometry crossmatch (FCXM) are widely used when making transplant decisions. However, standardization/harmonization is required because the results vary between laboratories. A harmonized test method was reported to reduce interlaboratory variability. In this study, we evaluated the feasibility of establishing common cut-off values using a harmonized method in multicenter settings.
Methods: Six laboratories participated in the study and conducted FCXM using a harmonized test method. Tests were performed using two donor cells and 25 negative sera samples. As a negative control (NC), laboratory NC (Lab NC) and a common NC (Korea Organ Donation Agency [KODA] NC) were included simultaneously. Median fluorescent intensity (MFI) ratios were calculated for each NC, and means ±2 standard deviation (SD) and ±3SD were estimated for the MFI ratio.
Results: The suggested cut-off values based on the mean ±2SD and ±3SD of the MFI ratio data from 144 non-pronase T cell crossmatch after excluding one positive result were 1.6 and 1.9 using Lab NC and 1.3 and 1.5 using KODA NC, respectively. For pronase B cell crossmatch, values of 1.4 and 1.6 using Lab NC and 1.3 and 1.5 using KODA NC were obtained for the mean ±2SD and ±3SD of the MFI ratio, respectively. Inter-laboratory variations of non-pronase T cell crossmatch and pronase B cell crossmatch were less than 30% when using Lab NC and KODA NC.
Conclusions: Variations in FCXM between laboratories were within the tolerable range when the harmonized method and same negative sera were applied. Therefore, applying common cut-off values with a standardized protocol may be feasible in multicenter settings.

Keywords: Human leukocyte antigen, Flow cytometry, Crossmatch, Harmonized method, Cut-off

보체매개 세포독성 교차시험(complement-dependent cytotoxicity [CDC] crossmatch)에서 음성이 나왔음에도 불구하고 조기 이식신 손실을 겪은 환자에 대한 보고가 꾸준히 이어져 오면서 더 예민한 검사법인 유세포 교차시험(flow cytometry crossmatch, FCXM)을 시행하는 기관 수가 증가하고 있으며[1-3], 검사결과는 이식 결정, 탈감작 치료방향 설정 및 이식 후 예후 예측 등을 위하여 적극적으로 활용되고 있다[4-6]. 국내 human leukocyte antigen (HLA) 교차시험을 시행하는 기관을 대상으로 2015년도 실시한 현황조사에서 HLA 교차시험을 시행하고 있는 50개의 의료기관 중 30개 기관에서 T세포 단독(7기관) 혹은 T세포와 B세포(23기관) FCXM법을 시행하고 있다고 보고하였다[7]. 그 후 2018년도 Kang [5]은 조직적합성 검사에 대한 외부정도관리 연간보고에서 T세포 교차시험을 시행하는 48기관 중 33기관에서 FCXM을 시행하고 있고 B세포 교차시험을 시행하는 31기관 중 22기관에서 FCXM을 시행하고 있음을 보고하였다. 2021년도 국내 정도관리 조직적합성 교차시험검사 신빙도조사에서 T세포 교차시험은 31기관, B세포 교차시험은 24기관이 참여하였다(국내 정도관리 조직적합성 교차시험검사 신빙도조사 공통보고서).

2015년 현황조사에서는 FCXM의 검사법과 결과를 판정하는 단위와 그 기준이 기관마다 상이함을 보고하였다[7]. 특히 2018년도 외부정도관리 보고에 의하면 80% 이상의 일치도를 보이지 않는 경우 ‘판정불가’로 주어졌는데, 총 8건의 교차시험 중 CDC 검사결과 음성이거나 역가가 낮았던 2건의 교차시험에서 FCXM 판정불가가 나왔다. 기관 간 상이한 검사조건이 이 같은 결과의 차이에 유의한 영향을 미쳤을 것으로 생각된다[5].

표준화된 검사방법을 정립하여 객관적인 검사결과를 도출하기 위하여 2021년도 Park 등[8]은 각 검사실의 다양한 검사법으로 FCXM을 시행하고 있었던 국내 7개 기관을 대상으로 주요 검사방법과 시약을 일치시켜 공통검사법을 결정하고, 동일한 검체에서 공통검사법으로 시행한 결과, 각 기관별 기존 검사법 결과에 비하여 median fluorescent intensity (MFI) ratio의 변이계수(coefficient variation)가 유의하게 낮아짐을 확인하였다. 특히 2회차에 걸쳐 시행하는 동안 1차보다 2차 평가 때 변이계수가 더 감소하였다. 이는 FCXM법의 표준화에 있어 긍정적 결과를 보여준 연구였으며, 추가로 ‘공통검사법을 사용한다면 공통의 임계치(cut-off)를 제안하여 볼 수 있지 않을까’라는 질문의 시작점이 되었다.

FCXM법에서 결과를 판정하는 단위로 MFI ratio 또는 median channel shift (MCS)를 사용한다. 2019년도 Mayo 클리닉에서 Ramon과 Jaramillo [9]가 수행한 설문조사 결과에 의하면 설문조사에 참여한 미국의 76개 조직적합검사실의 89.5% 기관이 보고된 값을 정규화하기 위한 기준점으로 음성 대조물질(negative control, NC)을 사용하고 있었으며 82.9%는 MCS, 6.6%는 MFI ratio를 사용한다고 하였다. 국내에서는 2015년 현황조사에 의하면 87%의 기관이 MFI ratio를 적용하고 있음을 보고하여 국내에서는 대부분 MFI ratio를 결과 판정 단위로 사용함을 알 수 있었다[7].

본 연구에서 저자들은 2021년도 Park 등[8]의 선행연구를 바탕으로 공통검사법을 다시 확인하고 각 기관에서 동일한 음성 혈청을 이용하여 공통검사법으로 검사를 실시해 그 결과를 바탕으로 ‘공통의 임계치’를 제안하여 보고하고자 하였다. 결과 판정단위는 MFI ratio를 중심으로 분석하였다.

1. 참여기관

국내 6개 기관(가톨릭대학교 서울성모병원, 삼성서울병원, 서울대학교병원, 세브란스병원, 순천향대학교 부속 서울병원, 원주세브란스기독병원)이 자발적으로 참여하였다.

2. 공통검사법의 결정

2021년도 Park 등[8]이 HLA FCXM의 표준화를 제안하고자 고안한 공통검사법을 기반으로 하였다. 세포 분리방법, 주요 시약 및 사용량 그리고 검사방법에 대하여 해당 방식으로 진행하되 기존 연구의 공통검사법에서 사용한 세포 수는 3.0×105에서 2.5×105, 세포 부유액은 30 µL에서 25 µL, 혈청량은 30 µL에서 25 µL로 변경하였다. 또한 검사실의 사정에 맞게 96 well tray를 사용하는 기관의 경우 tube법을 적용하기 어렵다면 기존 방법을 사용하되 세포 수와 혈청량, immunoglobulin G (IgG)-fluorescein isothiocyanate (FITC) 시약 양의 비율을 공통검사법과 맞추는 것으로 결정하였다.

3. 시험용 세포 및 혈청 준비

총 3개의 시험용 세포와 25개의 음성 혈청을 사용하여 총 25쌍의 결과를 도출하고자 하였다. 검체는 3회차에 걸쳐 나누어 배포되었는데, 매 회차마다 시험용 세포 1개, 음성 혈청 5–10개 그리고 양성 혈청 1개가 포함되었다. 그리고 음성 혈청과의 비로 임계치를 결정하는 데 이용될 NC는 다음의 두 가지, 즉 (1) 각 기관의 기존 음성 대조물질(Lab NC)과 (2) 검사실 간 차이를 줄이기 위하여 동일하게 제조된 공통 음성 대조물질(common NC)을 동시에 사용하였다.

시험용 세포는 citrate-phosphate-adenine-1 항응고제 처리 전혈로 두 명의 건강한 자원자로부터 채취하였는데, 1차와 3차는 동일한 자원자로부터 얻었다. 음성 혈청은 HLA 항체와 MIC 항체 음성이면서 자가항체가 없고 면역억제제 투약력이 없는 신장이식대기자의 잔여 혈청을 사용하였다. 양성 혈청은 각 회차별 시험용 세포와 반응하는 공여자특이항체(donor-specific antibody)를 가진 혈청이었다. Lab NC는 각 기관의 기준에 따라 제조한 것이고, common NC는 한국장기조직기증원(Korea Organ Donation Agency, KODA)의 검사실에서 제조한 음성 대조물질(KODA NC)로, 이는 4–6명의 HLA 항체 음성 공여자의 혈청을 혼합한 후 인산완충생리식염수(phosphate-buffered saline)로 4배 희석하고 0.075% 아자이드화 나트륨(sodium azide) 보존제를 처리한 것이다.

아침에 채혈하여 40 mL씩 소분한 전혈 1개와 500 µL씩 소분한 서로 다른 혈청 5개 또는 10개를 빠른 배송으로 각 참여기관에 전달하여 당일 검사가 가능하도록 하였다. 혈청은 1차에 5개, 2차와 3차에 각각 10개를 각 기관마다 동일하게 배포하였다.

4. Human leukocyte antigen 유세포교차시험(flow cytometry crossmatch)

수령한 전혈의 세포분리는 각 기관의 방법에 따라 네 기관은 EasySep HLA WB T cell enrichment kit/HLA B cell enrichment for WB (STEMCELL Technologies, Vancouver, BC, Canada)를 사용하였고 두 기관은 Lymphoprep (STEMCELL Technologies)을 사용하였다. Pronase (P5147; Sigma-Aldrich, Merck KGaA, Darmstadt, Germany) 처리는 모든 기관에서 0.5 mg/mL 농도로 37℃에서 15분간 시행하였다. Tube법인 경우 사용 세포 수는 2.5×105, 세포 부유액은 25 µL, 혈청량은 25 µL로 실온에서 30분간 반응시켰으며, 96 well tray를 사용하는 기관의 경우 사용 세포 수는 1.0×105, 세포 부유액은 10 µL, 혈청량은 10 µL로 사용하였다. 2차 항체로는 모든 기관이 FITC conjugated F(ab’)2 Fragment Goat Anti-Human IgG, FcƔ Fragment Specific (#109-096-098; Jackson ImmunoResearch Inc., West Grove, PA, USA)을 0.25 µg 사용하여 동일한 조건에서 반응시켰다. 세 기관은 Beckman Coulter사(Brea, CA, USA)의 Navios 장비를, 두 기관은 Becton Dickinson사(Franklin Lakes, NJ, USA)의 FACSLyric 장비를 그리고 나머지 한 기관은 FACSCanto II 장비를 사용하였다. Lab NC와 common NC 대비 각 음성 혈청 및 양성 혈청의 MFI ratio를 구하였다. 모든 기관의 결과 원형자료, 히스토그램 및 MFI ratio 결과를 취합하여 검토하였다.

5. 자료 및 통계방법

각 기관별로 pronase를 처리하지 않은(non-pronase) T세포 그리고 pronase를 처리한(pronase) T세포와 B세포에 대해서 Lab NC와 common NC인 KODA NC 각각으로 시행한 교차시험에 대해서 25개씩의 결과값을 얻었으며, 공통 배포한 양성대조물질 및 각 기관 자체 양성대조물질에 대한 결과값도 얻었다. 기관 내와 전체기관의 임계치를 도출하기 위하여 MFI ratio의 평균(mean)±2표준편차(standard deviation, SD)와 3SD를 구하였다. 또한 검체 간 변이를 계산하였다.

1. Human leukocyte antigen 유세포교차시험 결과

T세포와 B세포 분석에서 25개 혈청 중 한 검체를 제외하고는 모두 음성 결과를 보였으며 양성 결과를 보인 한 검체를 포함한 25개 혈청 결과의 분포는 Fig. 1과 같다. T세포 FCXM에서 Lab NC를 기준으로 도출한 MFI ratio의 mean±SD는 non-pronase 시 1.1±0.3 그리고 pronase 처리 시는 1.0±0.4였다. KODA NC 기준으로 도출한 MFI ratio의 mean±SD는 non-pronase 시 1.0±0.2 그리고 pronase 처리 시 1.0±0.5였다. B세포 FCXM에서는 pronase를 처리하지 않은 경우에는 모든 검사실에서 Lab NC 또는 KODA NC에 상관없이 변이와 SD가 유의하게 증가함을 확인하였고(데이터 보여주지 않음) 분석에서는 제외하였다. Pronase 처리한 세포로 교차시험을 시행한 결과, MFI ratio의 mean±SD는 Lab NC 기준 1.0±0.4였고 KODA NC 기준 0.9±0.3이었다(Fig. 1). 한 개의 혈청은 T세포 분석에서 6기관 중 5기관에서 기관 자체 임계치로 판독하였을 때 양성 결과를 보였고, B세포 분석에서도 6기관 중 3기관에서 양성 결과를 보여 이후 분석에서는 제외하였다.

Figure 1. Histograms of median fluorescent intensity (MFI) ratio of 25 negative sera to negative control (NC). (A) T cell, non-pronase, tested with own laboratory NC (Lab NC). (B) B cell, pronase, tested with Lab NC. (C) T cell, non-pronase, tested with common NC (Korean Organ Donation Center [KODA] NC). (D) B cell, pronase, tested with KODA NC. Abbreviation: SD, standard deviation.

2. 검체 및 기관 간 변이

측정기관은 상관없이 24개 검체에서 얻은 T세포 FCXM MFI ratio의 전체 결과 간 변이계수는 다음과 같았다. Lab NC를 기준으로 한 경우, non-pronase 시 27.1% 그리고 pronase 처리 시는 23.7%였으며, KODA NC를 기준으로 한 경우에는 non-pronase 시 19.2% 그리고 pronase 처리 시 28.3%였다. B세포 FCXM MFI ratio의 pronase 처리 시 변이계수는 Lab NC 기준으로는 21.6% 그리고 KODA NC 기준으로는 25.7%였다. 각각의 조건에서 교차시험 결과의 검체별 기관 간 변이계수는 Fig. 2와 같다.

Figure 2. Variation in the distribution of T-cell flow cytometry crossmatch (T-FCXM) and B-cell flow cytometry crossmatch (B-FCXM) median fluorescent intensity ratio values according to the type of negative control (NC) and the presence or absence of pronase treatment for each sample. (A) Own laboratory NC (Lab NC). (B) Common NC (Korean Organ Donation Center NC). In the notes, A and B indicate tested cells obtained from two donors, and negative serum (NS)1–25 indicate negative sera used in the test. Abbreviation: CV, coefficient of variation.

동일하게 배포된 3개의 양성 혈청에서 T세포 FCXM MFI ratio의 변이계수는 Lab NC를 기준으로 한 경우 non-pronase 시 각각 48.8%, 40.8%, 40.0%였고 pronase 처리 시는 48.1%, 65.8%, 14.9%였다. 그리고 KODA NC를 기준으로 한 경우에는 non-pronase 시 39.1%, 38.2%, 34.1% 그리고 pronase 처리 시 각각 38.4%, 74.1%, 14.11%였다. B세포 FCXM MFI ratio의 pronase 처리 시 변이계수는 Lab NC 기준으로 63.2%, 25.7%, 74.7%였고, KODA NC 기준으로는 58.5%, 18.1%, 64.8%였다. 각 기관의 Lab NC 사용 시보다 KODA NC 사용 시 변이계수가 낮은 경향을 보였다.

3. Median fluorescent intensity ratio 임계치

T세포 FCXM에서 Lab NC를 기준으로 도출한 MFI ratio의 mean±SD는 non-pronase 시 1.1±0.3 그리고 pronase 처리 시는 0.9±0.2였다. KODA NC 기준으로 도출한 MFI ratio의 mean±SD는 non-pronase 시 1.0±0.2 그리고 pronase 처리 시 0.9±0.3이었다. 임계치를 mean±2SD와 mean±3SD에 해당하는 값으로 설정할 경우, non-pronase 시에는 Lab NC 기준 각각 1.6과 1.9였고 KODA NC 기준 1.3과 1.5였다. 그리고 pronase 처리 시에는 Lab NC 기준 1.4와 1.6이었고 KODA NC 기준 1.5와 1.8이었다(Table 1).

Table 1 . Median fluorescent intensity ratio cut-off values of human leukocyte antigen flow cytometry crossmatch using KODA NC and NC from each laboratory.

Negative controlParametersNon-pronasePronase

Lab 1Lab 2Lab 3Lab 4Lab 5Lab 6TotalLab 1Lab 2Lab 3Lab 4Lab 5Lab 6Total
T cellLab NCMean+2SD1.41.01.11.21.32.41.61.51.11.11.31.31.71.4
Mean+3SD1.71.11.21.31.43.01.91.71.11.11.41.42.11.6
KODA NCMean+2SD1.41.21.11.21.11.61.31.41.21.11.31.12.11.5
Mean+3SD1.61.21.11.31.22.01.51.61.31.11.51.22.61.8
Cut-off by labs2.01.861.51.62.03.3
B cellLab NCMean+2SD1.61.21.31.31.21.41.4
Mean+3SD1.91.41.51.51.31.61.6
KODA NCMean+2SD1.21.41.21.20.81.21.3
Mean+3SD1.41.61.41.50.81.41.5
Cut-off by labs2.01.841.71.72.01.8

Cut-off values were derived from 24 negative sera except one serum showing positive result..

Abbreviations: KODA, Korean Organ Donation Center; NC, negative control; SD, standard deviation..



B세포 FCXM에서는 pronase 처리한 세포로 교차시험을 시행한 결과 MFI ratio의 mean±SD는 Lab NC 기준 1.0±0.2였고 KODA NC 기준 0.8±0.2였다. Mean±2SD와 mean±3SD에 해당하는 임계치는 Lab NC 기준 각각 1.4와 1.6이었고 KODA NC 기준 1.3과 1.5였다(Table 1).

각 기관 내 및 기관 간 변이는 약 20%–30%로 음성 혈청의 MFI ratio가 1에 가까운 낮은 값임을 고려할 때 기관 간 변이가 유의하게 크지 않음을 확인할 수 있었다. 동일한 검사법을 사용한 경우 6개 기관의 총 144개 데이터(양성 결과 1개 제외)를 모두 사용하여 임계치를 제안하여 볼 수 있었다.

각 기관별로 보았을 때 기관에서 자체적으로 설정하여 사용하고 있는 임계치 값에 비하여 공통의 임계치가 NC 종류에 상관없이 더 낮은 값을 보였다. 이는 수혈력이 없는 AB+ 혈액형 남성의 혈청을 사용하는 일반적인 경우에 비하여 본 연구에서는 HLA 항체를 민감하게 검출하는 Luminex panel reactive antibody (PRA) 검사에서 음성이면서 기저에 자가면역질환이 없고 면역억제제 또는 면역치료제 투약력이 없는 환자들의 혈청을 음성 검체로 사용하였기 때문인 것으로 추정한다. 또한 애초에 선정한 음성 혈청 중 24번째 혈청은 HLA 항체 선별검사에서 음성이었으나 다수의 기관에서 T세포와 B세포 FCXM 양성결과를 보여 제외한 것도 원인 중 하나로 생각한다. 해당 혈청의 값을 포함하는 경우 기관 간 변이가 증가되고, T세포의 경우 mean±3SD 값이 2.5에 이르렀다. 해당 검체는 MIC 외 비 HLA 항체나 비특이항체를 가지고 있을 것으로 추정하는데, 본 연구에서는 임계치 설정을 위해 상대적으로 적은 25쌍의 자료를 얻어 해당 검체로 인한 영향이 상대적으로 클 것으로 생각하여 제외하였다. 그러나 더 많은 수의 자료를 대상으로 하는 경우에는 제외자료(outlier)에 대한 기준을 가지는 것이 좋겠다.

음성 혈청으로 얻어진 형광신호의 정상범위, 즉 임계치를 결정하기 위하여 2000년도 American Society for Histocompatibility and Immunogenetics (ASHI)에서 발행한 ‘ASHI 검사실 매뉴얼’에서 음성 혈청은 AB형 남성으로부터 얻은 세포독성이 없는 물질이어야 한다고 규정하고 있다. 임계치를 설정하기 위하여 FCXM 결과의 통계학적으로 유의한 검체 수를 산정해야 하는데, 음성 혈청(normal human serum)을 30–50 공여자 세포로 평가한 결과로부터 mean+2SD에 해당하는 값을 임계치로 사용하는 것이 일반적이며 일부 검사실은 +2.5SD 또는 +3SD를 사용한다고 한다[10]. 소규모 검사실에서는 30–50 공여자의 세포로 검사를 수행하기 어려울 것으로 생각되는데, 2018년도 Mayo 클리닉의 Jaramillo 등[11]은 HLA 특이성을 어느 정도 커버할 수 있는 20명 이상의 세포를 사용하여 시행하여야 한다고 하였고, 형광 세기는 장비 세팅에 있어서 어떠한 변화 없이 기록해야 한다고 하였다. ASHI 매뉴얼과 마찬가지로 T세포와 B세포 각각 형광 세기의 mean과 SD를 구하고 2–3SD를 임계치로 설정할 수 있으며 유세포분석에서 약양성과 음성을 구분하는 것이 항상 어렵기 때문에 검사실에서는 NC의 lot 변경이 있을 때 새로운 임계치를 다시 설정해야 한다고 하였다[10,11]. 2018년도 Park과 Kim [12]은 FCXM의 임계치를 설정하기 위하여 CDC, PRA 결과와 함께 FCXM 결과도 같이 검토하여 518명의 환자들을 대상으로 수신자 조작 특성(receiver operating characteristic) 분석을 통하여 T세포 MFI ratio 임계치를 1.86으로 제안하였는데, 민감도 100%, 특이도 98.2%를 보고하였으며, 일반적으로 사용되고 있는 MFI ratio mean+2SD로 구한 임계치는 1.60으로 다소 낮은 편이었다. 임상 데이터를 바탕으로 좋은 민감도와 특이도를 보이는 임계치를 제안할 수 있는 방법이지만 많은 수의 환자 데이터가 있어야 가능한 방법으로 생각된다.

Lab NC와 KODA NC 간 비교하였을 때 전반적인 변이계수에는 유의한 차이가 없었으나 KODA NC를 사용하는 경우 검체 간의 변이가 더 적었다. NC는 상품화된 혈청을 사용할 수도 있고 AB형 남자의 혈청을 모아 제조할 수도 있다. 그러나 기관에 따라 혈액형과 무관하게 HLA 항체 선별검사를 통하여 음성이 나오는 검체를 모아서 제조하기도 하는 등 다소 다른 프로토콜을 가지고 있는 실정이다. 본 연구에서 common NC로 사용한 KODA NC는 모음 혈청(pooled sera)을 4배 희석 후 비교 검증하여 사용하였다. KODA NC 사용 시에는 Lab NC에 비하여 전반적으로 낮은 임계치를 보였으며, pronase 처리 시 변이가 증가하는 경향을 보여 희석 혈청 사용 및 적정 희석에 대한 고찰이 더 필요할 것으로 생각된다. 현실적으로 검증된 상품화 NC가 없는 한은 모든 기관에서 공통의 NC를 마련하여 사용하기 어렵기 때문에 기관 간 차이를 줄이기 위하여서는 Lab NC의 제조 및 검증 지침을 마련할 필요성이 있다.

검사의 민감도에 영향을 미치는 요인은 세포와 혈청의 비율, anti-human IgG FITC와 같은 중요한 시약의 선택 및 사용 양, 세척단계에서 여액의 양, 검사자의 숙련도 등이 있다. 본 연구에서는 모든 검사실이 공통의 검사법을 사용하였으므로 기관 간 결과 차이에 가장 크게 영향을 미치는 요인으로 검사자의 숙련도를 생각해볼 수 있다. T세포 FCXM에서 6번 검사실의 SD는 타 기관에 비하여 높은 편이었는데, 이 또한 검사자의 영향일 것으로 생각하였다.

실험실 간 편차는 NC의 차이와 상관없이 공통의 방법과 동일한 음성 혈청을 사용했을 때 허용할 만하였다. 따라서 표준화된 프로토콜을 사용하여 공통 임계치를 적용하는 것이 가능할 수 있음을 확인하였다. 또한 본 연구에서 제안한 공통 임계치는 동일한 검사법을 사용한다 하더라도 좀 더 많은 수의 자료에서 추가 평가를 시행하여 기관 내 임계치와 기관공통 임계치 간의 차이와 의미를 검증한다면 각 기관에서 유용하게 사용할 수 있을 것으로 생각한다.

공통 음성 대조물질로 사용할 수 있도록 KODA NC를 제공하여 주신 박명희 원장님과 KODA 랩에 감사드린다. 이 논문은 대한임상검사정도관리협회 2021년 학술연구비(2021-09) 지원에 의해 이루어진 것이다.

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